一、采血

实验动物的采血方法很多，不同种系动物的采血方法不同。采血方法的选择，主要决定于实验的目的和所需血量以及动物种类。

1. 尾尖采血 常用于大鼠、小鼠，采血量很少，1~2滴。动物固定露出尾巴，用酒精擦拭尾尖使血管扩张后剪去尾尖约1cm（或划破尾尖血管），取血后用脱脂棉止血。

2. 眼眶静脉丛采血 常用于大鼠、小鼠的常规血液检查。左手固定动物后，向动物眼内滴入少量10%可卡因，右手持消过毒并吸有抗凝药的毛细管刺入眼睑和眼球之间，刺入的同时稍稍旋转，达到一定深度血液即可流出。采血后用消毒纱布压迫眼球止血30s。

3.腹主动脉采血 常用于大鼠、小鼠。将动物麻醉，仰卧位固定。打开腹腔，将肠管推向一侧，然后用手指轻轻分开脊柱前的脂肪，暴露出腹主动脉，用针管在腹主动脉分叉处与血管平行刺入，回抽采血。此方法采血量较大。

4.心脏采血 可用于多种动物。将动物麻醉，仰卧位固定，胸部消毒后用手指触探心脏搏动位置，从肋骨间隙进针，轻轻回抽注射器，有血液流出即可。

5.兔耳缘静脉采血 兔首位固定，头稍向下倾，用酒精擦拭耳缘，使血管扩张，左手压住耳缘静脉阻止血流，针尖刺入静脉，松左手抽血，采血完毕用消毒棉球止血。

6.兔的颈动脉采血 动物麻醉后仰卧位固定，将兔颈部去毛，消毒，解剖暴露颈动脉，先结扎动脉的远心端并在近心端放一缝合线，在缝线处用动脉夹阻断颈动脉，在结扎线和近心端缝线之间剪开血管呈V字形，将导管向心脏方向插入，用缝线将导管与血管结扎，导管另一端放入采血容器，缓慢松开动脉夹。

7.犬后肢外侧小隐静脉和前肢内侧皮下头静脉采血 侧卧保定或固定在手术台上，剪去抽血部位的毛，消毒。左手拇指和食指握紧剪毛区上部，使下肢静脉充盈，右手持针迅速刺入静脉，左手放松将针固定，抽血。每只犬一般采血10～20ml。也可在耳缘静脉和颈静脉采血。

8.猴颈静脉、指尖、足跟、后肢皮下静脉采血 将猴保定（颈静脉采血时侧位绑定，头部略低于台面），取血处去毛、消毒，左手拇指于近心端压迫静脉，静脉怒张后右手持针取血。

9.小型猪耳大静脉、后肢静脉、颈静脉采血 颈静脉采血时，仰卧保定，两前肢张开使其和胸骨柄前端的左右侧形成三角形的凹陷部，消毒，针头从三角形底边向正中线斜后方刺入采血。

表1-6-1 不同动物最大安全采血量和最小致死采血量

采血注意事项：

（1）采血场所应光线充足，室温保持在夏季25~28℃、冬季15~20℃为宜。

（2）采血用具及采血部位一般需要进行消毒。

（3）采血用注射器和试管保持清洁干燥。

（4）若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝药。

（5）所需采血量应控制在动物的安全采血量范围内。一次采血过多或连续多次采血都可能影响动物健康，甚至导致贫血或死亡。实验动物最大安全采血量和最小致死采血量见表1-6-1。

二、采 集 体 液

1.胸水的采集 实验动物胸水采集主要利用胸膜腔穿刺术。先准备好普通注射针头、穿胸套管针、注射器等器械。大、中动物应麻醉，小动物应侧卧保定。术部剪毛消毒后，左手将术部皮肤向侧方移动，右手持穿刺套管针，在紧靠肋骨前缘处垂直刺入，穿刺肋间肌时有一定阻力，当阻力消失有针落空感，表明刺入胸腔，即可抽取胸水。穿刺部位：犬在左侧第8肋间或右侧第7肋间。穿刺时应避免损伤肋间血管和神经。

2.腹水的采集 主要利用腹腔穿刺术。动物取立位保定。穿刺点在腹下剑状软骨后方，旁开正中线小动物在脐稍后正中线侧方1～2cm处。穿刺时，先将穿刺部位剪毛消毒，再将皮肤稍向一侧移动，用注射器或穿刺套管针与腹壁垂直刺入。针尖有落空感后，腹水将自行流出。如若腹水量较大，应缓慢地间歇地抽出，以免腹内压突然下降而致使动物发生循环功能障碍。采完腹水后用碘酊棉球消毒。

3.消化液的采集 主要消化液有唾液、胃液、胆汁、胰液等。

（1）唾液的采集：一般采用刺激法。通过食物的颜色、气味等刺激动物的视觉、嗅觉而致动物唾液分泌增加，再通过引入导管采集。

（2）胃液的采集：同样通过刺激，使胃液分泌增加，采用插胃管的办法抽取胃液。

（3）胆汁的采集：需要进行手术。将动物麻醉仰卧于实验台，在剑突下正中线做3～5cm的切口，切开腹膜，暴露腹腔，将肝脏向上翻起，找出胆囊（十二指肠与胃交界处，有一暗绿色的囊，注意大鼠没有胆囊，而由几根肝管汇集成肝总管和胰管一起汇成胆总管，开口于十二指肠），并分离出胆囊或胆总管，再用注射器抽取胆汁。

（4）胰液的采集：基本方法同胆汁的采集。在胆总管和十二指肠交界处分离出胆总管，小心操作勿刺激胰腺分泌。分离后在靠肠端结扎，作为牵引线，用眼科剪在管壁上斜开一小口，插入准备好的胰液收集管（一般用聚乙烯塑料软管，内径 2mm，长 10cm，并将其拉成内径 0.05mm 的细管，剪成一端斜口，在粗细交界处绕3~4圈，用0号合线），收集于容器内。

4.尿液的采集 方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。

（1）代谢笼法：此法较常用，适用于大鼠，小鼠。将动物放在特制的代谢笼内。动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到收集尿液的目的。由于大鼠、小鼠尿量较少，操作中损失和蒸发，各个鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5h 以上的尿液，最后取平均值。

（2）导尿法：常用于雄性兔、犬等，动物轻度麻醉，固定于实验台上，由尿道插入导尿管（顶端涂抹液体石蜡），可以采到没有受到污染的尿液。

（3）压迫膀胱法：在实验研究中，有时为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集1次尿液，以观察药物的排泄情况。动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。当加的压力足以使动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动排出。此法适用于兔、猫、犬等较大动物。

（4）输尿管插管法：动物麻醉后，固定于实验台上。剪毛、消毒、在耻骨联合上缘之上正中线做皮肤切口（长为 3～4cm)，沿腹白线切开腹壁及腹膜，找到膀胱翻出腹外。辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位（即膀胱三角）后，仔细分离出两侧输尿管，分别在靠近膀胱处穿线结扎，在离此结扎点约2cm处的输尿管近肾段下方分别穿1根丝线。用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管（插入端剪成斜面），用留置线结扎固定。可见到尿滴从插管中流出（前几滴是生理盐水），塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。在实验过程中应经常活动一下输尿管插入管，以防阻塞，切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。

（5）膀胱插管法：腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹腔后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断尿道。然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做荷包缝合结扎固定。漏斗最好正对着输尿管在膀胱的入口处。注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。

（6）膀胱穿刺法：动物麻醉后固定于实验台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变一下角度，以避免穿刺后漏尿。

（7）剖腹采尿法：同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点。剖腹暴露膀胱，操作者的左手用无齿镊夹住一小部分膀胱壁，右手持针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。可避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。

（8）反射排尿法：适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排尿反射比较明显。采少量尿液时，可提起小鼠，将排出的尿液接到带刻度的容器内。

5.骨髓的采集 大动物骨髓的采集通常用活体穿刺法，多为胸骨、肋骨、股骨等骨的骨髓。小动物因骨骼较小，不易穿刺采集，多用处死后采集的办法，一般采集胸骨和股骨骨髓。

三、采粪

1.大鼠、小鼠 使用代谢笼。另外，仰卧固定时，会排出少量粪便。

2.兔 采集少量新鲜粪便时，兔仰卧，用手托住臀部，大拇指压迫肛门部，可采集数个粪球。大量采集，使用代谢笼。

3.犬、猴、小型猪 采集自然排出的新鲜粪便或用棉签插入肛门采取少量粪便。