（一）固定的方法

1.浸泡固定 指的是将取出的组织浸泡于固定液中。固定液必须足量，一般是组织块总体积的 10~50倍。固定时间一般为48～72h，保证固定液充分渗入组织中。脏器组织固定后如来不及进行脱水包埋，可暂保存于 70%乙醇中，长期浸泡在固定液中会影响染色效果。将固定容器放置于较低频率的振荡器上进行振荡，或经常用手工晃动固定容器，加速固定剂向标本内渗透的速度，相对缩短固定的时间，同时使标本固定渗透更加均匀（图2-3-1～图2-3-7)。

2.灌注固定 用于脑、心脏标本的固定。通过体内血液循环系统对实验动物进行全身各脏器的固定，包括心脏插管灌注和动脉插管灌注2种方法。心脏插管灌注用于较小的动物，如大鼠、小鼠。通过从左心室按血流方向进行循环灌注固定，目的是使实验动物全身各组织脏器都能得到良好的固定。灌注固定方法：动物麻醉后，固定于取材板上，开胸暴露出心脏，从左心室向主动脉方向穿刺（图 2-3-8），缓慢注入生理盐水，在右心耳剪口放血，直到冲洗的生理盐水无色时，再缓缓灌注固定液，固定液分布到全身各脏器（动物全身脏器变白、变硬）。按常规灌注速度以 20～30ml/15～20min 固定液为宜。动脉插管灌注用于较大的动物（如犬、猴），在颈动脉或股动脉做切口插管灌注并将另一侧相应静脉切开，使固定剂输入与机体内血液的排出同时进行，从而达到固定目的。固定液用4%多聚甲醛液或 10%中性甲醛液。注意：全身灌注的压力最好与该动物的血压相当，脏器灌注时压力与供应该动物脏器的动脉血压相当。如压力过大，可导致血管扩张，组织细胞水肿。

（二）常用固定液的配制

常用固定液的配制见表2-3-1～表2-3-5。

（三）固定注意事项

1.取材迅速，取出新鲜组织立即固定。

2.固定液的体积是脏器组织的 10~50倍，固定瓶用广口瓶，不能用小口瓶。

3.放入组织后立即摇晃固定瓶，避免组织黏附瓶壁，影响固定液渗透，造成人为假象，影响结果判断。

4.肝脏等大脏器应该先稍固定，待表面略硬后切成0.3cm 厚片状继续固定。取材的刀刃要锋利，不能用力压切，也忌用剪刀剪取。

5.含有空气的肺组织与脂肪组织，固定时容易漂浮于固定液表面，应用纱布、棉花打包或覆盖在表面使脏器整体浸于固定液中，或先经气管往肺内注入固定液，再浸泡固定。

6.脏器组织如有血液、污染物污染了固定液，应更换固定液。

7.固定后制片前的组织一般要用流水充分洗，避免福尔马林引起的色素沉积。

8.取材用的固定瓶标签用铅笔标示清楚各实验分组，并仔细核对（其他笔标记容易被酒精等有机溶剂溶解脱去）。多个小脏器（组织）可用纱布封包，纱布包内外均有用铅笔写的标签并用大头针固定好，放入固定瓶中。

（四）固定后的组织取材

由于取出的新鲜组织比较柔软，不易直接切割成实验所需的形状。组织经过固定，因固定剂的渗入，使蛋白质、酶、脂肪等成分发生凝固或沉淀，形成一定的硬度而容易修整切取，此过程称为固定后“取材”。般将组织切成近似长方形、正方形。实验所取器官组织不可能全用于制片，“取材”要根据实验目的，即欲观察的部位选择性取材，一般取材大小为（1cmX1cmX0.3cm)。以大鼠、小鼠为例，如观察心室肌一般在心耳下取一完整横切面，观察主动脉及主动脉瓣时，则取心房部分；观察大鼠海马应从视交叉后切取 0.3cm厚的脑片；胰腺取紧邻脾的胰岛细胞较多的胰尾部；观察眼视网膜应剥去晶状体后，取包含视神经的眼球壁；皮肤要去毛取材并包含表皮、真皮及皮下组织在内的完整组织。对局灶状病变（如肿瘤、胃、肠溃疡等）的取材，要包括病变部位、病变与正常组织邻接部位及正常部位。总之，取材部位要使实验目的能在制片标本上得到完全反映（注：用简图标注出取材部位的位置关系并做好实验记录）。此外，对小动物的肾上腺、脑垂体之类小脏器，为防止标本从包埋盒内漏出，可用一次性纸口罩或帽子剪成方形包好再放入包埋盒内（图 2-3-9～图2-3-16)。